Cytométrie en flux - Flow cytometry

Cytométrie en flux
FACS-buisje.JPG
Un tube de cytomètre en flux avec paille d'aspiration
Classification Cytométrie
Analytes Cellules ou particules
Autres techniques
En rapport Compteur de socs

La cytométrie en flux (FC) est une technique utilisée pour détecter et mesurer les caractéristiques physiques et chimiques d'une population de cellules ou de particules.

Dans ce processus, un échantillon contenant des cellules ou des particules est mis en suspension dans un fluide et injecté dans l'instrument de cytomètre en flux. L'échantillon est focalisé pour circuler idéalement une cellule à la fois à travers un faisceau laser, où la lumière diffusée est caractéristique des cellules et de leurs composants. Les cellules sont souvent marquées avec des marqueurs fluorescents afin que la lumière soit absorbée puis émise dans une bande de longueurs d'onde. Des dizaines de milliers de cellules peuvent être examinées rapidement et les données recueillies sont traitées par un ordinateur.

La cytométrie en flux est couramment utilisée dans la recherche fondamentale, la pratique clinique et les essais cliniques . Les utilisations de la cytométrie en flux comprennent :

Un analyseur de cytométrie en flux est un instrument qui fournit des données quantifiables à partir d'un échantillon. D'autres instruments utilisant la cytométrie en flux comprennent des trieurs de cellules qui séparent physiquement et purifient ainsi les cellules d'intérêt en fonction de leurs propriétés optiques.

Histoire

Le premier dispositif de cytométrie en flux basé sur l' impédance , utilisant le principe de Coulter , a été divulgué dans le brevet US 2 656 508, délivré en 1953, à Wallace H. Coulter . Mack Fulwyler était l'inventeur du précurseur des cytomètres en flux d'aujourd'hui - en particulier le trieur de cellules. Fulwyler a développé cela en 1965 avec sa publication dans Science . Le premier dispositif de cytométrie en flux basé sur la fluorescence (ICP 11) a été développé en 1968 par Wolfgang Göhde de l' Université de Münster , déposé un brevet le 18 décembre 1968 et commercialisé pour la première fois en 1968/69 par le développeur et fabricant allemand Partec via Phywe AG à Göttingen . À cette époque, les méthodes d' absorption étaient encore largement favorisées par d'autres scientifiques par rapport aux méthodes de fluorescence . Peu de temps après, des instruments de cytométrie en flux ont été développés, notamment le cytofluorographe (1971) de Bio/Physics Systems Inc. (plus tard : Ortho Diagnostics), le PAS 8000 (1973) de Partec, le premier instrument FACS (tri cellulaire activé par fluorescence) de Becton Dickinson (1974), l'ICP 22 (1975) de Partec/Phywe et les Epics de Coulter (1977/78). Le premier cytomètre de flux à impédance haute fréquence sans marquage basé sur un « laboratoire sur puce » microfluidique breveté, Ampha Z30, a été introduit par Amphasys (2012).

Nom de la technologie

Le nom original de la technologie de cytométrie en flux basée sur la fluorescence était "cytophotométrie d'impulsion" ( allemand : Impulszytophotometrie ), basé sur la première demande de brevet sur la cytométrie en flux basée sur la fluorescence. Lors de la 5e conférence de l'American Engineering Foundation sur la cytologie automatisée à Pensacola (Floride) en 1976 - huit ans après l'introduction du premier cytomètre en flux basé sur la fluorescence (1968) - il a été convenu d'utiliser couramment le nom de « cytométrie en flux », un terme qui est rapidement devenu populaire.

Cytomètres en flux

Schéma de principe d'un cytomètre en flux, de la focalisation de la gaine à l'acquisition des données.

Les cytomètres en flux modernes sont capables d'analyser plusieurs milliers de particules par seconde, en « temps réel » et, s'ils sont configurés en tant que trieurs de cellules, peuvent activement séparer et isoler des particules ayant des propriétés optiques spécifiées à des vitesses similaires. Un cytomètre en flux est similaire à un microscope , sauf qu'au lieu de produire une image de la cellule, la cytométrie en flux offre une quantification automatisée à haut débit de paramètres optiques spécifiés cellule par cellule. Pour analyser les tissus solides , une suspension unicellulaire doit d'abord être préparée.

Un cytomètre en flux comporte cinq composants principaux : une cellule à écoulement, un système de mesure, un détecteur, un système d'amplification et un ordinateur pour l'analyse des signaux. La cellule d'écoulement a un flux liquide (liquide de gaine), qui transporte et aligne les cellules de sorte qu'elles passent en file indienne à travers le faisceau lumineux pour la détection. Le système de mesure utilise couramment des mesures d'impédance (ou de conductivité) et des systèmes optiques - lampes ( mercure , xénon ) ; lasers à haute puissance refroidis à l'eau ( argon , krypton , laser à colorant); lasers refroidis à l'air de faible puissance (argon (488 nm), rouge-HeNe (633 nm), vert-HeNe, HeCd (UV)); lasers à diodes (bleu, vert, rouge, violet) produisant des signaux lumineux. Le système de détection et de conversion analogique-numérique (ADC) convertit les mesures analogiques de la lumière diffusée vers l'avant (FSC) et de la lumière diffusée latéralement (SSC) ainsi que les signaux de fluorescence spécifiques au colorant en signaux numériques pouvant être traités par un ordinateur . Le système d'amplification peut être linéaire ou logarithmique .

Le processus de collecte de données à partir d'échantillons à l'aide du cytomètre en flux est appelé « acquisition ». L'acquisition est assurée par un ordinateur physiquement connecté au cytomètre en flux et au logiciel qui gère l'interface numérique avec le cytomètre. Le logiciel est capable d'ajuster les paramètres (par exemple, la tension, la compensation) pour l'échantillon testé, et aide également à afficher les informations initiales de l'échantillon tout en acquérant les données de l'échantillon pour s'assurer que les paramètres sont correctement définis. Les premiers cytomètres en flux étaient, en général, des dispositifs expérimentaux, mais les progrès technologiques ont permis de larges applications pour une utilisation à des fins cliniques et de recherche. En raison de ces développements, un marché considérable pour l'instrumentation, les logiciels d'analyse, ainsi que les réactifs utilisés dans l'acquisition tels que les anticorps marqués par fluorescence ont été développés.

Les instruments modernes ont généralement plusieurs lasers et détecteurs de fluorescence. Le record actuel pour un instrument commercial est de dix lasers et 30 détecteurs à fluorescence. L'augmentation du nombre de lasers et de détecteurs permet un marquage multiple des anticorps et permet d'identifier plus précisément une population cible par leurs marqueurs phénotypiques . Certains instruments peuvent même prendre des images numériques de cellules individuelles, permettant l'analyse de l'emplacement du signal fluorescent à l'intérieur ou à la surface des cellules.

Matériel

Système fluidique d'un cytomètre en flux

Les cellules doivent traverser uniformément le centre des faisceaux laser focalisés pour mesurer avec précision les propriétés optiques des cellules dans n'importe quel cytomètre en flux. Le but du système fluidique est de déplacer les cellules une par une à travers le faisceau laser et dans tout l'instrument. La fluidique dans un cytomètre en flux doté de capacités de tri cellulaire utilise également le flux pour transporter les cellules triées dans des tubes ou des puits de collecte.

Focalisation hydrodynamique

Pour un positionnement précis des cellules dans un jet de liquide, la focalisation hydrodynamique est utilisée dans la plupart des cytomètres. Les cellules en suspension entrent dans l'instrument enfermées par un fluide de gaine externe. La carotte d'échantillon est maintenue au centre du fluide de gaine. Le taux d'entrée de l'échantillon ou la vitesse à laquelle les cellules s'écoulent jusqu'à l'interrogation laser peuvent être contrôlés par la pression du fluide de gaine sur la carotte de l'échantillon. Dans des conditions optimales, le flux de fluide central et le fluide gaine ne se mélangent pas.

Focalisation hydrodynamique assistée par acoustique

La technologie de focalisation acoustique est utilisée dans certains cytomètres en flux pour prendre en charge la focalisation hydrodynamique. Les ondes acoustiques (> 2 MHz) pré-focalisent l'échantillon avant l'introduction dans le fluide gaine. L'échantillon pré-focalisé est ensuite injecté dans la carotte hydrodynamique et s'écoule à travers l'instrument. Cela peut aider à augmenter la précision des données sous des taux d'entrée d'échantillons élevés.

Optique et électronique

Filtres optiques

La lumière émise par les fluorophores est dans un spectre de longueurs d'onde, donc la combinaison de plusieurs fluorophores peut provoquer un chevauchement. Pour ajouter de la spécificité, des filtres optiques et des miroirs dichroïques sont utilisés pour filtrer et déplacer la lumière vers les détecteurs tels que les tubes photomultiplicateurs (PMT) ou les photodiodes à avalanche (APD). Les filtres optiques sont conçus comme des filtres passe-bande (BP), passe-long (LP) ou passe-court (SP). La plupart des cytomètres en flux utilisent des miroirs dichroïques et des filtres passe-bande pour sélectionner des bandes spécifiques du spectre optique.

Prismes, réseaux et cytométrie en flux spectral

La cytométrie en flux spectral utilise des prismes ou des réseaux de diffraction pour disperser la lumière émise par un marqueur à travers un réseau de détecteurs. Cela permet de mesurer le spectre complet de chaque particule. Les spectres mesurés à partir de cellules individuelles sont ensuite non mélangés en utilisant les spectres de référence de tous les colorants utilisés et le spectre d'autofluorescence. Cela peut permettre une conception de panel plus large et l'application de nouveaux marqueurs biologiques.

Cytométrie en flux d'imagerie

La cytométrie en flux d'imagerie (IFC) capture des images multicanaux de cellules. Les détecteurs utilisés dans les plates-formes d'imagerie peuvent être équipés d'un dispositif à couplage de charge (CCD) ou d'un métal-oxyde-semiconducteur complémentaire (CMOS) pour capturer des images de cellules individuelles.

L'analyse des données

Compensation

Chaque fluorochrome a un large spectre de fluorescence. Lorsque plus d'un fluorochrome est utilisé, le chevauchement entre les fluorochromes peut se produire. Cette situation est appelée chevauchement de spectre. Cette situation doit être surmontée. Par exemple, le spectre d'émission pour le FITC et le PE est que la lumière émise par la fluorescéine chevauche la même longueur d'onde lorsqu'elle traverse le filtre utilisé pour le PE. Ce chevauchement spectral est corrigé en supprimant une partie du signal FITC des signaux PE ou vice versa. Ce processus est appelé compensation de couleur, qui calcule un fluorochrome en pourcentage pour se mesurer lui-même.

La compensation est le processus mathématique par lequel le chevauchement spectral des données de cytométrie en flux multiparamétrique est corrigé. Étant donné que les fluorochromes peuvent avoir un large spectre, ils peuvent se chevaucher, provoquant le résultat indésirable de confusion lors de l'analyse des données. Ce chevauchement, connu sous le nom de débordement et quantifié dans le coefficient de débordement, est généralement causé par des détecteurs pour un certain fluorochrome mesurant un pic significatif de longueur d'onde à partir d'un fluorochrome différent. L'algèbre linéaire est le plus souvent utilisée pour effectuer cette correction.

En général, lorsque des graphiques d'un ou plusieurs paramètres sont affichés, c'est pour montrer que les autres paramètres ne contribuent pas à la distribution affichée. Surtout lors de l'utilisation des paramètres qui sont plus que doubles, ce problème est plus grave. Actuellement, aucun outil n'a été découvert pour afficher efficacement des paramètres multidimensionnels. La compensation est très importante pour voir la distinction entre les cellules.

Analyse d' un échantillon marin de picoplancton photosynthétique par cytométrie en flux montrant trois populations différentes ( Prochlorococcus , Synechococcus et picoeucaryotes )

Portail

Les données générées par les cytomètres en flux peuvent être tracées en une seule dimension , pour produire un histogramme , ou en dot plots en deux dimensions, voire en trois dimensions. Les régions sur ces tracés peuvent être séparées séquentiellement, en fonction de l' intensité de fluorescence , en créant une série d'extractions de sous-ensembles, appelées « portes ». Des protocoles de synchronisation spécifiques existent à des fins diagnostiques et cliniques, notamment en matière d' hématologie . Les cellules individuelles individuelles se distinguent souvent des doublets de cellules ou des agrégats supérieurs par leur « temps de vol » (également appelé « largeur d'impulsion ») à travers le faisceau laser étroitement focalisé

Les tracés sont souvent réalisés sur des échelles logarithmiques. Étant donné que les spectres d'émission de différents colorants fluorescents se chevauchent, les signaux au niveau des détecteurs doivent être compensés électroniquement ainsi que informatiquement. Les données accumulées à l'aide du cytomètre en flux peuvent être analysées à l'aide d'un logiciel. Une fois les données collectées, il n'est pas nécessaire de rester connecté au cytomètre en flux et l'analyse est le plus souvent effectuée sur un ordinateur séparé. Ceci est particulièrement nécessaire dans les installations centrales où l'utilisation de ces machines est très demandée.

Analyse informatique

Les progrès récents de l'identification automatisée de la population à l'aide de méthodes informatiques ont offert une alternative aux stratégies de déclenchement traditionnelles. Les systèmes d'identification automatisés pourraient potentiellement aider à trouver des populations rares et cachées. Les méthodes automatisées représentatives incluent FLOCK dans Immunology Database and Analysis Portal (ImmPort), SamSPECTRAL et flowClust dans Bioconductor et FLAME dans GenePattern . T-Distributed Stochastic Neighbour Embedding (tSNE) est un algorithme conçu pour effectuer une réduction de dimensionnalité, pour permettre la visualisation de données multidimensionnelles complexes dans une "carte" bidimensionnelle. Les efforts de collaboration ont abouti à un projet ouvert appelé FlowCAP (Flow Cytometry: Critical Assessment of Population Identification Methods), pour fournir un moyen objectif de comparer et d'évaluer les méthodes de regroupement des données de cytométrie en flux, et également d'établir des conseils sur l'utilisation et l'application appropriées de ces méthodes.

Contrôles FMO

Les contrôles de fluorescence moins un (FMO) sont importants pour l'interprétation des données lors de la construction de panneaux multicolores - dans lesquels une cellule est colorée avec plusieurs fluorochromes simultanément. Les contrôles FMO fournissent une mesure du débordement de fluorescence dans un canal donné et permettent une compensation. Pour générer un contrôle FMO, un échantillon est coloré avec tous les fluorochromes sauf celui qui est testé - ce qui signifie que si vous utilisez 4 fluorochromes différents, votre contrôle FMO ne doit en contenir que 3 (exemple : fluorochromes - A, B, C, D ; FMO - ABC_, AB_D, A_CD, _BCD).

Tri cellulaire par cytométrie en flux

Le tri cellulaire est une méthode de purification des populations cellulaires basée sur la présence ou l'absence de caractéristiques physiques spécifiques. Dans les cytomètres en flux dotés de capacités de tri, l'instrument détecte les cellules à l'aide de paramètres tels que la taille des cellules, la morphologie et l'expression des protéines, puis la technologie des gouttelettes pour trier les cellules et récupérer les sous-ensembles pour une utilisation post-expérimentale.

Le premier prototype de trieur a été construit au Laboratoire national de Los Alamos (LANL) en 1965 par le physicien Mack J. Fulwyler en associant un capteur de volume Coulter à la toute nouvelle imprimante à jet d'encre. Le trieur de cellules vivantes ou trieur de cellules activé par fluorescence (FACS) a été généré par Len Herzenberg , qui a par la suite remporté le prix Kyoto en 2006 pour ses travaux fondateurs.

Tri des cellules à l'aide de la cytométrie en flux et de la technologie des gouttelettes

Les trieurs de cellules par cytométrie de flux ont un système de collecte contrairement aux analyseurs de cytométrie de flux. Le processus de collecte commence lorsqu'un échantillon est injecté dans un flux de fluide gaine qui passe à travers la cellule d'écoulement et le laser intercepte. Le flux transporte ensuite la cellule à travers une buse vibrante qui génère des gouttelettes dont la plupart contiennent soit une cellule, soit aucune cellule. Un anneau de charge électrique est placé juste au point où le flux se brise en gouttelettes et une charge est placée sur l'anneau en fonction juste avant que l'intensité de fluorescence soit mesurée ; la charge opposée est piégée sur la gouttelette lorsqu'elle se détache du flux et les gouttelettes sont donc chargées. Les gouttelettes chargées tombent ensuite à travers un système de déviation électrostatique qui détourne les gouttelettes dans des conteneurs en fonction de leur charge. Dans certains systèmes, la charge est appliquée directement au flux et la gouttelette qui se détache conserve une charge du même signe que le flux. Le flux est ensuite ramené au neutre après la rupture de la gouttelette. Après la collecte, ces cellules peuvent être davantage cultivées, manipulées et étudiées.

Étiquettes

Utilisation de la cytométrie en flux pour mesurer la variation du nombre de copies d'une séquence d'ADN spécifique ( Flow-FISH )

La cytométrie en flux utilise les propriétés de la lumière diffusées par les cellules ou les particules pour l'identification ou la mesure quantitative des propriétés physiques. Les étiquettes, les colorants et les colorants peuvent être utilisés pour une analyse multiparamétrique (comprendre plus de propriétés sur une cellule). L'immunophénotypage est l'analyse de populations hétérogènes de cellules à l'aide d' anticorps marqués et d'autres réactifs contenant des fluorophores tels que des colorants et des colorants.

Etiquettes fluorescentes

Une large gamme de fluorophores peut être utilisée comme marqueurs en cytométrie de flux. Les fluorophores, ou simplement les « fluors », sont typiquement attachés à un anticorps qui reconnaît une caractéristique cible sur ou dans la cellule ; ils peuvent également être attachés à une entité chimique ayant une affinité pour la membrane cellulaire ou une autre structure cellulaire. Chaque fluorophore a une longueur d' onde d' excitation et d' émission de crête caractéristique , et les spectres d'émission se chevauchent souvent. Par conséquent, la combinaison de marqueurs utilisable dépend de la longueur d'onde de la ou des lampe(s) ou laser(s) utilisé(s) pour exciter les fluorochromes et des détecteurs disponibles. Le nombre maximum de marqueurs fluorescents distinguables est estimé à 17 ou 18, et ce niveau de complexité nécessite une optimisation laborieuse pour limiter les artefacts, ainsi que des algorithmes de déconvolution complexes pour séparer les spectres qui se chevauchent. La cytométrie en flux utilise la fluorescence comme outil quantitatif ; la plus grande sensibilité de la cytométrie en flux est inégalée par d'autres plates-formes de détection fluorescentes telles que la microscopie confocale . La sensibilité de fluorescence absolue est généralement plus faible en microscopie confocale car les signaux hors foyer sont rejetés par le système optique confocal et parce que l'image est construite en série à partir de mesures individuelles à chaque endroit de la cellule, ce qui réduit le temps disponible pour collecter le signal .

Points quantiques

Les points quantiques sont parfois utilisés à la place des fluorophores traditionnels en raison de leurs pics d'émission plus étroits.

Marquage isotopique

La cytométrie de masse surmonte la limite de marquage fluorescent en utilisant des isotopes de lanthanides attachés aux anticorps. Cette méthode pourrait théoriquement permettre l'utilisation de 40 à 60 labels distinguables et a été démontrée pour 30 labels. La cytométrie de masse est fondamentalement différente de la cytométrie en flux : les cellules sont introduites dans un plasma , ionisées et les isotopes associés sont quantifiés par spectrométrie de masse à temps de vol . Bien que cette méthode permette l'utilisation d'un grand nombre de marqueurs, elle a actuellement une capacité de débit inférieure à celle de la cytométrie en flux. Il détruit également les cellules analysées, empêchant leur récupération par tri.

Réseau de billes cytométriques

En plus de la capacité de marquer et d'identifier des cellules individuelles via des anticorps fluorescents, des produits cellulaires tels que des cytokines, des protéines et d'autres facteurs peuvent également être mesurés. À l'instar des tests ELISA sandwich, les tests par matrice de billes cytométriques ( CBA ) utilisent plusieurs populations de billes généralement différenciées par la taille et différents niveaux d'intensité de fluorescence pour distinguer plusieurs analytes dans un seul test. La quantité de l'analyte capturé est détectée via un anticorps biotinylé contre un épitope secondaire de la protéine, suivi d'un traitement à la streptavidine-R-phycoérythrine. L'intensité de fluorescence de la R-phycoérythrine sur les billes est quantifiée sur un cytomètre en flux équipé d'une source d'excitation de 488 nm. Les concentrations d'une protéine d'intérêt dans les échantillons peuvent être obtenues en comparant les signaux fluorescents à ceux d'une courbe standard générée à partir d'une dilution en série d'une concentration connue de l'analyte. Communément également appelé matrice de billes de cytokines (CBA).

Cytométrie en flux d'impédance

Les systèmes d'analyse à cellule unique basés sur l' impédance sont communément appelés compteurs Coulter . Ils représentent une méthode bien établie pour compter et dimensionner pratiquement tout type de cellules et de particules. La technologie sans étiquette a récemment été améliorée par une approche basée sur le " laboratoire sur puce " et en appliquant un courant alternatif (AC) à haute fréquence dans la gamme de fréquences radio (de 100 kHz à 30 MHz) au lieu d'un courant direct statique. champ courant (CC) ou CA basse fréquence. Cette technologie brevetée permet une analyse cellulaire très précise et fournit des informations supplémentaires telles que la capacité et la viabilité de la membrane . La taille relativement petite et la robustesse permettent une utilisation sur site alimentée par batterie sur le terrain.

Paramètres mesurables

Applications

La technologie a des applications dans un certain nombre de domaines, notamment la biologie moléculaire , la pathologie , l' immunologie , la virologie, la biologie végétale et la biologie marine . Il a une large application en médecine, en particulier dans les domaines de la transplantation, de l'hématologie, de l'immunologie et de la chimiothérapie des tumeurs, du diagnostic prénatal, de la génétique et du tri des spermatozoïdes pour la présélection du sexe . La cytométrie en flux est largement appliquée pour détecter les anomalies des spermatozoïdes associées à la fragmentation de l'ADN dans les tests de fertilité masculine . En outre, il est largement utilisé dans la recherche pour la détection des dommages à l'ADN , le clivage des caspases et l' apoptose . La cytométrie en flux photoacoustique est utilisée dans l'étude des bactéries multirésistantes (le plus souvent SARM) pour détecter, différencier et quantifier les bactéries dans le sang marquées par des bactériophages colorés. En neurosciences , la co-expression de la surface cellulaire et des antigènes intracellulaires peut également être analysée. En microbiologie, il peut être utilisé pour cribler et trier des bibliothèques de transposons mutantes construites avec un transposon codant pour la GFP (TnMHA), ou pour évaluer la viabilité. Dans l'ingénierie des protéines, la cytométrie en flux est utilisée en conjonction avec l'affichage de levure et l'affichage bactérien pour identifier les variantes de protéines affichées à la surface cellulaire avec les propriétés souhaitées. Les principaux avantages de la cytométrie en flux par rapport à l'histologie et à l'IHC sont la possibilité de mesurer avec précision les quantités d'antigènes et la possibilité de colorer chaque cellule avec plusieurs anticorps-fluorophores, dans les laboratoires actuels, environ 10 anticorps peuvent être liés à chaque cellule. C'est beaucoup moins que le cytomètre de masse où jusqu'à 40 peuvent être actuellement mesurés, mais à un prix plus élevé et à un rythme plus lent.

Recherche aquatique

Dans les systèmes aquatiques, la cytométrie en flux est utilisée pour l'analyse de cellules autofluorescentes ou de cellules marquées par fluorescence avec des colorants ajoutés. Cette recherche a commencé en 1981 lorsque Clarice Yentsch a utilisé la cytométrie en flux pour mesurer la fluorescence dans une marée rouge produisant des dinoflagellés. L'année suivante, les chercheurs ont publié des mesures par cytométrie en flux de plusieurs espèces d'algues qui pouvaient être distinguées en fonction de leurs caractéristiques de fluorescence. En 1983, les chercheurs marins assemblaient leurs propres cytomètres en flux ou utilisaient des cytomètres en flux disponibles dans le commerce sur des échantillons d'eau de mer prélevés au large des Bermudes pour démontrer que les cellules de phytoplancton pouvaient être distinguées du matériel non vivant et que les cyanobactéries pouvaient être triées à partir d'une communauté mixte et ensuite cultivées dans le labo. La cytométrie en flux a également permis aux chercheurs marins de faire la distinction entre les Prochlorococcus faiblement fluorescents et les micro-organismes hétérotrophes, une distinction qui est difficile avec les évaluations basées sur la microscopie. Les progrès technologiques permettent désormais aux scientifiques aquatiques d'utiliser des cytomètres en flux en continu pendant les croisières de recherche et les cytomètres en flux sont utilisés pour fournir des images de cellules individuelles de phytoplancton. Les scientifiques marins utilisent la capacité de tri des cytomètres en flux pour effectuer des mesures discrètes de l'activité et de la diversité cellulaires, pour mener des enquêtes sur les relations mutualistes entre les micro-organismes qui vivent à proximité et pour mesurer les taux biogéochimiques de plusieurs processus dans l'océan.

Test de prolifération cellulaire

La prolifération cellulaire est la fonction principale du système immunitaire. Souvent, il est nécessaire d'analyser la nature proliférative des cellules afin de tirer des conclusions. L'un de ces tests pour déterminer la prolifération cellulaire est l'ester succinimidyle de diacétate de carboxyfluorescéine (CFSE). Il aide à surveiller les cellules prolifératives. Ce test donne des données quantitatives et qualitatives au cours d'expériences de séries chronologiques. Ce colorant se lie de manière covalente avec les molécules à longue durée de vie présentes à l'intérieur de la cellule. Lorsque les cellules se divisent, les molécules se divisent aussi et les cellules filles possèdent la moitié du colorant que la population mère. Cette diminution de l'intensité peut être visualisée par cytométrie en flux. Dans la littérature, cette puissante technique de cytométrie en flux et CFSE a été utilisée pour trouver l'efficacité des lymphocytes T à tuer les cellules cibles dans le cancer comme la leucémie. Afin de visualiser la mort des cellules cibles, à la fois rapide et lente, les scientifiques ont utilisé le marquage CFSE avec coloration d'anticorps de certains types de cellules et de microbilles marquées par fluorescence. Cela a également donné des informations concernant la prolifération des cellules cibles lors du traitement de certaines cytokines.

Voir également

Remarques

Les références

Lectures complémentaires

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Liens externes